Physik Licht aus, Film ab!

Am 28. Dezember 1895 hielten die Menschen im Pariser Grand Café den Atem an. Ein Zug rollte auf einer Leinwand direkt auf sie zu. Es war die erste öffentliche Vorführung eines Films. Was die Zuschauer:innen so in Schrecken versetzte, war nicht das Bild an sich – Fotografien kannten sie längst. Es war die Bewegung. Zum ersten Mal wurde aus einem starren Abbild eine lebendige Geschichte.

In der Mikroskopie erleben wir heute einen ganz ähnlichen Moment. Wir stehen kurz davor, die Bewegung von Proteinen zu filmen. Wir können sie zwar schon länger fotografieren; ihnen direkt bei der Arbeit zuzuschauen, ist bisher jedoch kaum möglich.

Dabei spielen Proteine eine wichtige Rolle in unserem Körper. Sie steuern fast alle lebenswichtigen Prozesse: vom Zellwachstum über die Reizwahrnehmung und Energiegewinnung bis hin zur Zellregeneration. Proteine sind wahre Verwandlungskünstler. Je nach ihrer Struktur, der sogenannten „Konformation“, erfüllen die Moleküle völlig unterschiedliche Aufgaben. Um zwischen diesen Zuständen zu wechseln, faltet sich das Protein um – ganz ähnlich wie bei einem Origami aus Papier, aus dem man einen Schwan mit angelegten oder mit ausgebreiteten Flügeln falten kann. Wenn diese Faltung jedoch misslingt, kann das Protein seine Aufgabe nicht mehr erfüllen. Die Folge sind oft schwere Krankheiten wie Demenz oder Parkinson. Seit Jahrzehnten wollen Forschende deshalb verstehen, wie Proteine entstehen und wie sie sich wann und wo falten. Im Idealfall könnte man diese Prozesse in einem hochaufgelösten Film beobachten, um der Frage nachzugehen, wie Funktion und Struktur der Proteine zusammenhängen. Für die Wissenschaft wäre das ein Blockbuster!

Zur Beobachtung lebender biologischer Strukturen auf Molekülebene eignet sich die Fluoreszenzmikroskopie. Dabei beobachten wir die Proteine mithilfe fluoreszierender Markierungen, die wir ihnen anheften. Fluoreszenz bedeutet: Die Markierungen leuchten nicht von selbst, sondern nur, wenn man sie vorher mit Licht anregt – ähnlich wie die Sterne, die man Kindern über das Bett klebt und die noch eine Weile in der Dunkelheit leuchten.

Die Fluoreszenzmikroskopie hat zwei entscheidende Stärken. Erstens nutzt sie sichtbares Licht, das die Proteine kaum beeinflusst. Zweitens liefert die Methode Informationen darüber, in welcher Umgebung sich ein Protein befindet. Weil die Marker gezielt an ein bestimmtes Protein angebracht werden, kann man verschiedene Strukturen leicht anhand verschiedener Farben unterscheiden. Als Vergleich kann man sich ein Schwarz-Weiß-Bild und eine Farbfotografie vorstellen: Mit Farbe versteht man viel besser, was man sieht.

So weit, so gut. Leider hat die Methode auch einen großen Nachteil: Sie liefert Bilder mit sehr niedriger Auflösung. Wenn zwei Markierungen zu nah aneinander sind, verschwimmen sie zu einem einzigen unscharfen Fleck. Dieses Problem hat schon der Physiker Ernst Abbe vor etwa 150 Jahren beschrieben. Er fand eine Formel für den Abstand zweier Punkte, bei dem sie gerade noch zu unterscheiden sind. Dieser Abstand wird „Beugungsgrenze“ genannt. Leider sind die meisten Proteine so klein, dass sie kleiner sind als diese Beugungsgrenze. Ihre Markierungen verschwimmen zu einem Fleck.

Lange Zeit galt diese Grenze als unüberwindbar. Vor etwa drei Jahrzehnten fanden Forschende um Stefan Hell, Eric Betzig und William E. Moerner jedoch einen Trick: Die Marker werden nacheinander ein- und ausgeschaltet. So kann zuerst ein Foto von dem einen, danach von dem anderen aufgenommen werden. Auf jedem Foto lässt sich die Markerposition als Zentrum des Flecks finden. Je heller der Fleck, desto leichter lässt er sich vom Hintergrund trennen – und desto präziser wird die Position. Darum sammelt ein Mikroskop möglichst viel Licht. Nachträglich werden die gefundenen Positionen zu einem Bild zusammengesetzt. 2014 erhielten die drei Forscher sogar den Nobelpreis.

Mit diesem Trick kann man zwar die räumliche Auflösung (Schärfe) erhöhen, aber das Ganze kostet Zeit: Alle Marker müssen nacheinander angeschaut werden. Strukturänderungen von Proteinen laufen innerhalb von Nanosekunden bis Millisekunden ab. Verändert sich jedoch die Struktur des Proteins während der „langsamen“ Aufnahme, so verwischt sie im Bild.

Das Ziel unserer Forschung war es deshalb: mehrere Marker gleichzeitig beobachten, um eine Struktur und ihre Dynamik in Gänze zu sehen – und damit Bewegung zu verstehen. Hätten wir 2014 die Nobelpreisträger dazu befragt, wäre die Antwort klar gewesen: Das geht nicht!

In meiner Forschung habe ich einen neuen Ansatz verfolgt. Ich beleuchte die Probe mit einem Lichtfeld, welches helle und dunkle Bereiche hat. Dies kann man sich vorstellen wie eine Wellenlandschaft mit Bergen und Tälern aus Licht. Wenn wir damit einen einzelnen Marker anleuchten und dieser sich an einem Wellenberg befindet, sehen wir zunächst ein helles Fluoreszenzsignal. Platzieren wir jedoch ein Wellental genau auf dem Marker, wird das Molekül nicht zur Fluoreszenz angeregt: Es bleibt dunkel. Nehmen wir einen zweiten Marker hinzu, können wir mit diesem Lichtfeld gezielt die Helligkeit der beiden Marker verändern.

Bewegen wir das Lichtfeld hin und her, so sitzt mal der eine und mal der andere Marker im Wellental. Aus der Veränderung des Signals lässt sich dann der Abstand der zwei Marker berechnen. Das funktioniert so gut, dass wir daraus sogar die Positionen von mehr als zwei Markern gleichzeitig bestimmen können.

In unseren Experimenten haben wir diese Idee zur Abstandsmessung zweier Marker mithilfe von DNA-Strängen getestet, deren Länge bekannt ist. Sie liegt bei wenigen Hundertsteln einer Lichtwellenlänge. Sie ist vergleichbar mit denen von Proteinen und somit ebenfalls viel kleiner als die Beugungsgrenze. Mit diesen „DNA-Linealen“ konnten wir derart kleine Abstände zuverlässig messen.

Für unseren ersten Film haben wir zwei fluoreszierende Marker an eine molekulare Wippe geheftet. Diese Wippe war aus DNA-Strängen gefaltet. Durch thermische Diffusion kippte sie ständig hin und her und ahmte so die spontane Strukturänderung eines Proteins nach. Mit unserem Schattenspiel können wir die schaukelnden Farbstoffe auf ihrer Wippe direkt filmen. Wir sehen nicht nur, dass sich etwas bewegt, sondern auch, wie die fluoreszenten Marker im Takt von Tausendstelsekunden wippen. Dabei messen wir beständig, wie groß ihre Wippe ist. Das war bisher unmöglich, da man für schnelle Bewegungen mehrere Farbstoffe gleichzeitig im Blick behalten muss. Dieses Ergebnis ist überraschend, denn wir kommen nun auch unterhalb der Beugungsgrenze ohne den Blink-Trick aus. Das ist unser kleiner Grand-Café-Moment: Zum ersten Mal sehen wir die Bewegung einer so kleinen Struktur unter dem Lichtmikroskop mit hinreichender räumlicher und zeitlicher Auflösung.

Unsere Ergebnisse sind das Drehbuch für den ersten Film zur Proteinfaltung. Sicher gibt es noch viel zu tun, doch die praktische Bedeutung der Messungen ist groß. In der Medikamentenentwicklung könnte man so eines Tages beobachten, wie ein Wirkstoff ein fehlgefaltetes Protein wieder „zurechtbiegt“. Wenn wir die Verbindung von Form und Funktion der Proteine begreifen, ergeben sich neue Wege, um Krankheiten, die mit Fehlfaltungen von Proteinen zusammenhängen, besser zu verstehen – und viel- leicht sogar zu behandeln.

Um unsere Methode in die Anwendung zu führen, ist eine enge Zusammenarbeit mit anderen Disziplinen nötig. Zum einen müssen in der Chemie neue fluoreszente Farbstoffe entwickelt werden, die ein stärkeres Fluoreszenzsignal liefern, um schnellere Filmaufnahmen zu ermöglichen. Auf der biologischen Seite müssen wir untersuchen, wie sich das Verhalten von Proteinen gezielt beeinflussen und steuern lässt, um die Methode in lebenden Zellen zu validieren.